外泌體的提取主要包括以下幾種方式：一是超速離心法，這是目前外泌體提取較常用的方法。此種方法得到的外泌體量多，但是純度不足，電鏡鑒定時發現外泌體聚集成塊，由于微泡和外泌體沒有非常統一的鑒定標準，也有一些研究認為此種方法得到的是微泡不是外泌體。二是過濾離心，這種操作簡單、省時，不影響外泌體的生物活性，但同樣存在純度不足的問題。三是密度梯度離心法，用此種方法分離到的外泌體純度高，但是前期準備工作繁雜，耗時，量少。四是免疫磁珠法，這種方法可以保證外泌體形態的完整，特異性高、操作簡單、不需要昂貴的儀器設備，但是非中性pH和非生理性鹽濃度會影響外泌體生物活性，不便進行下一步的實驗。五是PS親和法，該方法將PS（磷脂酰絲氨酸）與磁珠結合，利用親和原理捕獲外泌體囊泡外的PS。該方法與免疫磁珠法相似，獲得的外泌體形態完整，純度較高。由于不使用變性劑，不影響外泌體的生物活性，外泌體可用于細胞共培養和體內注射。2016.9《ScientificReports》雜志發表了該方法較新數據，表明PS法可提取相當高純度的外泌體。六是色譜法，這種方法分離到的外泌體在電鏡下大小均一，但是需要特殊的設備，應用不普遍。外泌體的提取方法學規范、統一定量及鑒定等。廣州外泌體提取試劑單價

密度梯度離心法該方法由于比較繁瑣，用的較少。原理是：像所有的脂質小囊泡一樣，外泌體可以懸浮于特定密度梯度的蔗糖中，其密度范圍1.13g/ml-1.21g/ml，將要分離外泌體的樣本液體置于梯度蔗糖介質上，隨后通過離心將外泌體分離。此法獲得的外泌體純度較高，但步驟繁瑣，耗時，對離心時間極為敏感。具體步驟是：收集培養2d的上清液。將培養上清液先以1500r/min離心5min除去細胞及碎片,再依次以1000×g離心10min取上清,10000×g離心30min取上清,然后用100ku超濾離心管(Millipore)濃縮至15mL,廣州外泌體提取試劑單價超離法是常用的外泌體純化手段，采用低速離心、高速離心交替進行，可分離到大小相近的囊泡顆粒。

具體步驟是:以下所有步驟都在4℃下進行，1、300×g10min，棄沉淀，去除細胞2、2000×g20min，棄沉淀，去除死細胞3、10,000×g30min，棄沉淀，去除細胞碎片等亞細胞成分4、10,000×g70min，棄上清，沉淀即為外泌體5、PBS（每10ml細胞培養液用30mlPBS重懸）清洗沉淀物，混勻，10,000×g70min6、lmlPBS溶解沉淀（外泌體），立即使用或置于-80℃備用。7、一般超速離心法會結合密度梯度離心，這樣得到的外泌體更純，具體做法第4步后蔗糖梯度離心，10,000×g70min，以去除密度大于1.21g/ml的顆粒。優點是：成本低，操作簡單，獲得的囊泡數較多。缺點是：耗時耗力（需用時8-30h，并且每次只能處理6個樣本），獲得的外泌體純度不是很高，高速及重復離心也會對外泌體產生很大的傷害，并且不適用于如血漿和血清等粘性液體生物樣本。

將濃縮液加至20mmol/LTris/30%蔗糖/45%蔗糖(pH7.4)的密度梯度液上行4℃超速離心100000×g(水平轉子SW-41)8h,吸取位于蔗糖之上的顏色明顯較深條帶的液體約5mL,以10倍PBS稀釋混勻后再次用100-ku超濾離心管(Millipore)濃縮至5mL,將濃縮液重新以10倍PBS稀釋后4℃超速離心100000×g(角轉子TYPE50.2)4h,收集離心管底部約1mL液體及極微量沉淀(來自2×107個細胞)以20mLPBS重懸即為胞外體,用0.22μm過濾膜除菌后凍存于-80℃備用。（該步驟參考文獻“腫瘤細胞來源胞外體的分離鑒定與功能檢測”）優點是：分離得到的外泌體純度很高。缺點是：步驟繁瑣、耗時耗力、對離心時不好把握。外泌體：形成了一種全新的細胞間信息傳遞系統，影響細胞的生理狀態并與多種疾病的發生與進程密切相關。

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外泌體的特殊結構和功能，使得它具有潛在的應用價值，可以作為診斷多種疾病的生物指標。廣州外泌體提取試劑單價

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